Dettaglio partizione

Laboratorio metodologie biochimiche e proteomiche - Gruppo A

MS2953

Insegnamento
Laboratorio metodologie biochimiche e proteomiche - Gruppo A
Codice
MS2953
Anno Accademico
2026/2027
Anno regolamento
2025/2026
Corso di studio
BIOTECNOLOGIE
Curriculum
A001 - GENERICO
Responsabile didattico
CFU
3
Ore di lezione
8
Settore Scientifico Disciplinare (SSD)
BIO/10 - BIOCHIMICA
Tipo di insegnamento
Attività formativa monodisciplinare
Fruizione insegnamento
OBB - Obbligatoria
Anno
2
Periodo
Primo Semestre
Sede
NOVARA
Lingua insegnamento
Italiano
Contenuti

Significato della misura in ambito biologico.

Tecniche di preparazione del campione.

Principi di spettrofotometria.

Principi alla base della cromatografia.

Principi alla base dell'elettroforesi.

Tecniche per la caratterizzazione di proteine.

Applicazioni degli anticorpi nelle biotecnologie.

Utilizzo di enzimi in diagnostica ed in ricerca.

Saggi di binding ed associazione.

Testi di riferimento

"Introduzione alla biochimica di Lehninger"

David L. Nelson & Michael M. Cox

Zanichelli

Obiettivi formativi

Le esercitazioni mirano a far acquisire le capacità pratiche richieste per l’utilizzo delle tecniche biochimiche di base e per un proficuo internato di tesi.


Le lezioni di teoria del laboratorio presentano tecniche avanzate che le studentesse e gli studenti incontrano nella letteratura scientifica.

Prerequisiti

È OBBLIGATORIO aver frequentato con successo il corso "sicurezza nei laboratori chimici e biologici".

Sono propedeutiche le conoscenze sulla struttura e sulle proprietà delle molecole fornite dalla chimica inorganica e organica.

Metodi didattici

Il corso comprende:

- lezioni frontali sulle principali tecniche

- simulazioni informatiche delle principali tecniche utilizzate nei laboratori di biochimica.

- esercitazioni in laboratori didattici chimico-biologici.

La frequenza è obbligatoria. Per conseguire il voto di laboratorio è necessario aver frequentato almeno il 75% delle lezioni (ossia almeno 22 delle 30 ore complessive del corso). 

Altre informazioni

Al termine delle esercitazioni pratiche, ogni studentessa e studente dovrà consegnare un quaderno di laboratorio, compilato durante le attività, che documenti le procedure svolte e la comprensione dei contenuti. Analoga consegna di un report è prevista al termine delle esercitazioni “virtuali” svolte con software di simulazione.


Nell’ultima giornata di laboratorio pratico si svolgerà una prova di verifica delle competenze acquisite, che valuterà la comprensione dei concetti trattati nelle lezioni e nelle esercitazioni. Il test comprenderà domande a scelta multipla, domande aperte ed esercizi applicativi.


La valutazione finale deriverà dall’integrazione dei risultati del test con la qualità del report e del quaderno di laboratorio. 


Le studentesse e gli studenti con disabilità o con Disturbi Specifici dell’Apprendimento (DSA) o con Bisogni Educativi Speciali (BES) possono richiedere servizi e strumenti specifici a loro dedicati rivolgendosi allo Staff Sviluppo e Coordinamento Carriere e Servizi alle Studentesse e agli Studenti e consultando la pagina dedicata del sito di Ateneo: https://uniupo.it/it/servizi/servizi-studenti- disabili-e-dsa

Le studentesse e gli studenti con disabilità, DSA, BES, una volta preso contatto con lo Staff di Ateneo, possono contattare la/il docente titolare dell'insegnamento in relazione alla declinazione delle modalità di esame, in merito agli aspetti didattici.

Modalità di verifica dell'apprendimento

Tutte le studentesse e tutti gli studenti che avranno frequentato le lezioni teoriche ed il laboratorio saranno valutati sulla base dei risultati ottenuti nelle esercitazioni online, della qualità del quaderno di laboratorio e del rendimento in laboratorio.

Programma esteso

Significato della misura in ambito biologico: specificità, accuratezza, precisione e riproducibilità.


Tecniche di preparazione del campione per analisi biochimiche (omogenizzazione, lisi con detergenti). Estrazione con solventi e precipitazione selettiva, loro applicazione al frazionamento dei composti biologici (estrazione di lipidi, salting out di proteine ed acidi nucleici). Teoria della centrifugazione e tecniche di centrifugazione preparativa per il frazionamento di composti biologici. Utilizzo delle centrifughe e forza centrifuga.


Principi di spettrofotometria. Saranno trattati le basi teoriche e gli aspetti pratici delle tecniche spettroscopiche (assorbimento, fluorescenza, polarimetria) ed esempi del loro utilizzo per la quantificazione di analiti biologici. Caratteristiche di uno spettrofotometro ed un fluorimetro, loro utilizzo.


Radioisotopi in laboratorio: caratteristiche dei radioisotopi di uso più comune, loro utilizzi in biochimica e strumentazione utilizzata per la loro quantificazione.


Principi alla base della cromatografia, principali tecniche cromatografiche (affinità, filtrazione su gel, scambio ionico e fase inversa) e relative matrici. Utilizzo della cromatografia per la separazione di miscele complesse di proteine e di lipidi in base alle proprietà chimiche e fisiche. Strumentazione utilizzata (cromatografie su colonna, su strato sottile, HPLC, ecc). Rivelatori ed analisi dei risultati (coefficienti di ritenzione, analisi qualitative e quantitative).


Principi alla base dell'elettroforesi con particolare attenzione al frazionamento e caratterizzazione delle proteine. IEF, SDS-PAGE, 2D-PAGE, elettroforesi capillare. Sistemi di rilevazione più comuni: coloranti e Western blotting.


Caratterizzazione di proteine: digestione, sequenziamento di Edman, utilizzo della spettrometria di massa per la caratterizzazione delle proteine, proteomica qualitativa e quantitativa con particolare attenzione alle tecniche di spettrometria di massa.


Applicazioni degli anticorpi nelle biotecnologie, saggi immunologici competitivi e non competitivi, RIA, ELISA, immunofluorescenza, western blotting, immunodiffusione e tecniche correlate.


Utilizzo di enzimi in diagnostica ed in ricerca. Caratterizzazione della cinetica enzimatica e studio degli inibitori. Utilizzo di enzimi in diagnostica clinica, assay cinetici ed end-point applicati alla ricerca ed alla diagnostica. Analisi di parametri cinetici di un enzima.


Saggi di binding ed associazione, analisi dell’equilibrio recettore-ligando. Metodiche per lo studio delle interazioni molecolari, saggi classici con molecole marcate, metodiche spettrometriche avanzate: Fret, Bret, fluorescenza a tempo risolto.

Risultati di apprendimento attesi

Ci si aspetta l'acquisizione della conoscenza delle principali metodologie biochimiche con particolare enfasi sullo studio delle proteine. Tali saperi sono utili per la lettura critica della letteratura tecnica.

Le esercitazioni consentono di muoversi con profitto in laboratorio, anche in vista del tirocinio di laurea. A tale scopo la pratica nella compilazione del quaderno di laboratorio risulta importante.

Ultimo aggiornamento:02-10-2026 00:14:15