Ateneo - UPO

"Introduzione alla biochimica di Lehninger"
David L. Nelson &Michael M. Cox
Zanichelli

Le studentesse e gli studenti DEVONO aver frequentato con successo il corso "sicurezza nei laboratori chimici e biologici".
Sono propedeutiche le conoscenze sulla struttura e proprietà delle molecole fornite dalla chimica organica.

Il corso comprende:
- lezioni frontali sulle principali tecniche
- simulazioni con software specifici delle principali tecniche utiizzate nei laboratory di biochimica
- esercitazioni in laboratori didattici chimico-biologici.
La frequenza è obbligatoria, per poter conseguire il voto di laboratorio la studentessa e lo student dovrà aver frequentato almeno il 75% delle lezioni (quindi almeno 22 delle 30 ore complessive di corso).

Al termine delle esercitazioni pratiche ogni studentessa e studente dovrà consegnare un quaderno di laboratorio, compilato durante le attività, che documenti le procedure svolte e la comprensione dei contenuti. Analoga consegna è prevista al termine delle esercitazioni “virtuali” svolte con software di simulazione.
Nell’ultima giornata di laboratorio pratico si svolgerà una prova di verifica delle competenze acquisite, che valuterà la comprensione dei concetti trattati nelle lezioni e nelle esercitazioni. Il test comprenderà domande a scelta multipla, domande aperte ed esercizi applicativi.
La valutazione finale deriverà dall’integrazione dei risultati del test con la qualità del report e del quaderno di laboratorio.
Le studentesse e gli studenti con disabilità o con Disturbi Specifici dell’Apprendimento (DSA) o con Bisogni Educativi Speciali (BES) possono richiedere servizi e strumenti specifici a loro dedicati rivolgendosi allo Staff Sviluppo e Coordinamento Carriere e Servizi alle Studentesse e agli Studenti e consultando la pagina dedicata del sito di Ateneo: https://uniupo.it/it/servizi/servizi-studenti- disabili-e-dsa
Le studentesse e gli studenti con disabilità, DSA, BES, una volta preso contatto con lo Staff di Ateneo, possono contattare la/il docente titolare dell'insegnamento in relazione alla declinazione delle modalità di esame, in merito agli aspetti didattici.

Per gli studenti che superano la soglia obbligatoria di frequenza (75%), la valutazione si basa sull'integrazione di due elementi:
- Valutazione continuativa del quaderno di laboratorio e dei report delle simulazioni: Verifica l'accuratezza nella documentazione delle attività, la comprensione immediata dei protocolli e l'abilità pratica applicata.
- Prova di verifica scritta (svolta nell'ultima giornata di laboratorio): include domande a scelta multipla per verificare le conoscenze teoriche, esercizi applicativi (es. calcolo di diluizioni o costanti cinetiche) per valutare la capacità di applicare le conoscenze, e domande aperte volte a saggiare l'autonomia di giudizio nell'interpretazione di un output sperimentale e l'efficacia nella comunicazione scientifica.
La valutazione finale risulterà dall'integrazione ponderata dei risultati del test scritto con la qualità dei report e del quaderno di laboratorio consegnati.

Conoscere il laboratorio, la strumentazione, misurare, diluire, preparare una curva di taratura. Utilizzo di Excel per la costruzione di una curva di taratura ed esercitazioni pratiche.
Come redigere un quaderno di laboratorio
Come leggere e interpretare un protocollo
Teoria ed esercitazione pratiche sulla preparazione di soluzioni.

Significato della misura in ambito biologico: specificità, accuratezza, precisione e riproducibilità.

Tecniche di preparazione del campione per analisi biochimiche (omogeneizzazione, lisi con detergenti). Estrazione con solventi e precipitazione selettiva, loro applicazione al frazionamento dei composti biologici. Teoria della centrifugazione e tecniche di centrifugazione preparativa per il frazionamento di composti biologici. Utilizzo delle centrifughe e forza centrifuga.
Principi di spettrofotometria. Saranno trattati le basi teoriche e gli aspetti pratici delle tecniche spettroscopiche (assorbimento, fluorescenza, polarimetria) ed esempi del loro utilizzo per la quantificazione di analiti biologici. Caratteristiche di uno spettrofotometro e di un fluorimetro, il loro utilizzo.

Principi alla base della cromatografia, principali tecniche cromatografiche (affinità, filtrazione su gel, scambio ionico e fase inversa) e relative matrici. Utilizzo della cromatografia per la separazione di miscele complesse di proteine e di lipidi in base alle proprietà chimiche e fisiche. Strumentazione utilizzata (cromatografie su colonna, su strato sottile, HPLC, ecc). Rivelatori ed analisi dei risultati (coefficienti di ritenzione, analisi qualitative e quantitative).
Principi alla base dell'elettroforesi con particolare attenzione al frazionamento e alla caratterizzazione delle proteine. IEF, SDS-PAGE, 2D-PAGE, elettroforesi capillare. Sistemi di rilevazione più comuni: coloranti e Western blotting.

Applicazioni degli anticorpi nelle biotecnologie, saggi immunologici competitivi e non competitivi, RIA, ELISA, immunofluorescenza, western blotting, immunodiffusione e tecniche correlate.

Utilizzo di enzimi in diagnostica ed in ricerca. Caratterizzazione della cinetica enzimatica e studio degli inibitori. Utilizzo di enzimi in diagnostica clinica, assay cinetici ed end-point applicati alla ricerca ed alla diagnostica. Analisi dei parametri cinetici di un enzima.

Saggi di binding ed associazione, analisi dell’equilibrio recettore-ligando.

Al termine del corso le studentesse e gli studenti dovranno raggiungere i seguenti risultati di apprendimento:
1. Conoscenza e comprensione: Descrivere i principi teorici e fisici alla base della spettrofotometria, delle tecniche separative (cromatografia, centrifugazione) e analitiche (elettroforesi, Western Blotting, saggi immunologici ed enzimatici). Comprendere i parametri di qualità della misura biologica (specificità, accuratezza, precisione, riproducibilità) e le basi della cinetica enzimatica e dei saggi di binding. Identificare la strumentazione idonea per la preparazione, lisi e frazionamento di campioni biologici complessi.
2. Capacità di applicare conoscenza e comprensione: Preparare soluzioni biologiche ed eseguire diluizioni calcolando correttamente le concentrazioni. Costruire e interpretare una curva di taratura spettrofotometrica utilizzando software di calcolo (Excel) per la quantificazione di analiti. Applicare protocolli sperimentali per la separazione e caratterizzazione di proteine tramite tecniche elettroforetiche (SDS-PAGE) e immunologiche (ELISA, Western Blot). Redigere in modo chiaro, ordinato e scientificamente rigoroso un quaderno di laboratorio e un report di analisi.
3. Autonomia di giudizio: Valutare criticamente l'idoneità e la qualità dei dati biochimici ottenuti durante le esercitazioni pratiche e le simulazioni software. Selezionare la tecnica cromatografica, elettroforetica o immunologica più appropriata per separare o analizzare una specifica miscela di macromolecole in base alle loro proprietà chimico-fisiche. Interpretare i parametri cinetici di un enzima e i grafici di inibizione per trarre conclusioni sul meccanismo d'azione.
4. Abilità comunicative: Presentare i dati sperimentali e descrivere le procedure biochimiche adottate utilizzando la corretta terminologia scientifica e il formalismo matematico-analitico appropriato. Comunicare in modo chiaro ed efficiente le informazioni metodologiche riportate all'interno di un protocollo sperimentale o di un articolo scientifico.
5. Capacità di apprendimento: Acquisire la capacità di comprendere, interpretare e applicare in autonomia nuovi protocolli sperimentali e metodologie analitiche descritti nella letteratura scientifica o nei manuali tecnici. Sviluppare un metodo di lavoro rigoroso e flessibile, spendibile durante il futuro tirocinio di tesi sperimentale.